miércoles, 28 de julio de 2010
vea esto
maestro lucio fue lo unico que encontre en el blog de abigail iva a revisar el de mario pero no me lo se ni el de mis orots compañeros
celula eucariota
celula eucariota:
se le denomina asi a todas las celulas que tienen su material hereditario fundamental( su informacion genetica) encerrado dentro de una doble membrana
resumen
METODO CIENTIFICO (RESUMEN)
el metodo cientifico es un proceso de investigacion que consta de varias etapas:
- la observacion del fenomeno
- formulacion de hipotesis y
- diseño experimental
resumen
METODO CIENTIFICO (RESUMEN)
el metodo cientifico es un proceso de investigacion que consta de varias etapas:
- la observacion del fenomeno
- formulacion de hipotesis y
- diseño experimental
metodo cientifico
EL METODO CIENTIFICO Y SU APLICACION
EL metodo cientifico por lo general es empiracamente y sus aplicaciones pueden variar algunas de ellas son.
OBJETIVIDAD: el autor tiene que dejar a un lado sus sentimientos o ideologias propias sobre el caso que esta estudiando
EL ORIGEN NATURAL: se refiere a que los fenomenos son procesos naturales que pueden que pueden der entendidos
VERIFICABILIDAD:se entiende como la confirmacion o rechazo de una possible explicacion del fenomeno observado
SISTEMATIZACION: del conocimiento cientifico de refiere a que existe una jerarqiua en los descubrimientos y que los nuevos conocimientos se relacionen
OBJETIVIDAD: el autor tiene que dejar a un lado sus sentimientos o ideologias propias sobre el caso que esta estudiando
EL ORIGEN NATURAL: se refiere a que los fenomenos son procesos naturales que pueden que pueden der entendidos
VERIFICABILIDAD:se entiende como la confirmacion o rechazo de una possible explicacion del fenomeno observado
SISTEMATIZACION: del conocimiento cientifico de refiere a que existe una jerarqiua en los descubrimientos y que los nuevos conocimientos se relacionen
metodo cientifico
EL METODO CIENTIFICO Y SU APLICACION
EL metodo cientifico por lo general es empiracamente y sus aplicaciones pueden variar algunas de ellas son.
OBJETIVIDAD: el autor tiene que dejar a un lado sus sentimientos o ideologias propias sobre el caso que esta estudiando
EL ORIGEN NATURAL: se refiere a que los fenomenos son procesos naturales que pueden que pueden der entendidos
VERIFICABILIDAD:se entiende como la confirmacion o rechazo de una possible explicacion del fenomeno observado
SISTEMATIZACION: del conocimiento cientifico de refiere a que existe una jerarqiua en los descubrimientos y que los nuevos conocimientos se relacionen
OBJETIVIDAD: el autor tiene que dejar a un lado sus sentimientos o ideologias propias sobre el caso que esta estudiando
EL ORIGEN NATURAL: se refiere a que los fenomenos son procesos naturales que pueden que pueden der entendidos
VERIFICABILIDAD:se entiende como la confirmacion o rechazo de una possible explicacion del fenomeno observado
SISTEMATIZACION: del conocimiento cientifico de refiere a que existe una jerarqiua en los descubrimientos y que los nuevos conocimientos se relacionen
limites de la biologia
LOS LIMITES DE LA BIOLOGIA
LOS CONOCIMIENTOS QUE actualmente tenemos de la biologia han sufrido muchos cambios durante la breve vida de esta ciencia y en varios casos se han tenido que modificar como consecuencia de los nuevos descubrimientos a si pues la biologia como las demas ciencias tienen cierto grado de avance en el complejo conocimiento del universo.
esto implica que la biologia tenga limite
esto implica que la biologia tenga limite
composicion de los seres vivos
COMPOSICION QUMICA DE LOS SERES VIVOS
¿DE QUE ESTA FORMADO EL UNIVERSO?
R= DE MATERIA
¿DE QUE ESTAN FORMADOS LOS SERES VIVOS Y LOS NO VIVOS?
R=estan formados ambos por atomos
¿EXISTEN DIFERENCIAS EN LOS COMPUESTOS QUIMICOS QUE FORMAN A LOS ORGANISMOS VIVOS DE LOS NO VIVOS?R= de diferentes biomoleculas
¿QUE COMPUESTOS QUIMICOS SON LOS QUE PRINCIPALMENTE UTILIZAN LOS ANIMALES Y VEGETALES?R=carbonono y biomoleculas organicas y las inorganica
ser vivo
SER VIVO
- BIOELEMENTOS
- MOLECULAS INORGANICAS
- MOLECULAS ORGANICAS
LOS BIOELEMENTOS ENCONTRADOS SON , CARBONO,HIDROGENO,OXIGENO
LAS MOLECULAS INORGANICAS SON: AGUA,SALES ,MINERALES
MOLECULAS ORGANICAS: CARBOHIDRATOS, LIPIDOS,PROTEINAS,ACIDOS Y CARBOXILICOS
ser vivo
SER VIVO
- BIOELEMENTOS
- MOLECULAS INORGANICAS
- MOLECULAS ORGANICAS
LOS BIOELEMENTOS ENCONTRADOS SON , CARBONO,HIDROGENO,OXIGENO
LAS MOLECULAS INORGANICAS SON: AGUA,SALES ,MINERALES
MOLECULAS ORGANICAS: CARBOHIDRATOS, LIPIDOS,PROTEINAS,ACIDOS Y CARBOXILICOS
moleculas de interes biologico
MOLECULAS INORGANICAS DE INTERES BIOLOGICO
- DENTRO DE LOS ORGANISMOS VIVOS SE PUEDEN ENCONTRAR MOLECULAS INORGANICAS QUE GENERALMENTE NO CONTIENEN CARBONO COMO ES EL CASO DEL AGUA PERO SE PUEDEN ENCONTRAR ALGUNAS MOLECULAS INORGANICAS CON PRESENCIA DE CARBONO
practica 2
practica 2
pulpa de jitomate
material
porta objeto
cubre objeto
bisturi
agua
azul color)
navaja
jitomate
microscopio
METODOLOGIA
pulpa de jitomate
material
porta objeto
cubre objeto
bisturi
agua
azul color)
navaja
jitomate
microscopio
METODOLOGIA
primeramente cortamos una pequeña fraccion de jitomate no sin antes lavar muy bien los porta y cubre objetos para evitar alguna distorcion de la celula
posteriormente la fraccion de jitomate se puso encima del porta objeto
y asi fue como se observar
conclucion
se pudo observar los nucleos y sus paredes
practica 4
practica 4
OBDERVACION DE ALGAS
material
BISTURI
AGUJA
MICROSCOPIO
CUBRE Y PORTA OBJETO
NAVAJITA
AGUA VERDOSA
procedimiento
PRIMERO SEEXTRAE DEL AGUA VERDOSA UNA PARTICULA DE AGUA VERDE ESTA PORCION SE COLOCA EN EL PORTA OBJETO PARA DESPUES CUBRIRLO Y PODER OBSERVAR LAS CELULAS DEL LAS ALGAS
OBDERVACION DE ALGAS
material
BISTURI
AGUJA
MICROSCOPIO
CUBRE Y PORTA OBJETO
NAVAJITA
AGUA VERDOSA
procedimiento
PRIMERO SEEXTRAE DEL AGUA VERDOSA UNA PARTICULA DE AGUA VERDE ESTA PORCION SE COLOCA EN EL PORTA OBJETO PARA DESPUES CUBRIRLO Y PODER OBSERVAR LAS CELULAS DEL LAS ALGAS
actividad diacnosticas pagina 118
jUEVES 6 DE MAYO DE 2010
ACTIVIDAD DIAGNOSTICA PAG 118
QUE ENTIENDES POR ENERGIA?
R=SE DEFINE COMO LA CAPACIDAD DE TRABAJO
CREES QUE LOS SITEMAS VIVOS NECESITAN AGUA?
R=SI PARA QUE PUEDAN VIVIR
COMO OBTIENEN LAS CELULAS SU ENERGIA PARA RAALIZAR SUS ACTIVIDADES?
R=POR MEDIO DE4L ATP (ADENOSINA TRIFOSFATO)
CUAL ES EL TIPO DE ENERGIA QUE UTILIZAN LOS SERES VIVOS Y COMO LOM ALMACENAN?
R=POR QUE ESTA MOLECULA INTERVIENE EN TODAS LAS TRANSACCIONES DE ENERGIA QUE SE LLEVAN A CABO
QUE ENTIENDES POR NUTRICION Y CUALES SERIAN SUS FORMAS?
R=ES EL PROCESO BIOLOGICOEN EL QUE LOS ORGANISMOS ASIMILAN LAS SUSTANCIAS CONTENIDASEN LOS ALIMENTOS NECESARIO PARA UN BUEN FUNCIONAMIENTO
la biologia
JUEVES 6 DE MAYO DE 2010
UN ORGANISMO HETEROTROFO:
SON AQELLOS QUE DEBERAN ALIMENTARSE DE LAS SUSTANSIAS ORGANICAS ZINTETIZADAS POR OTRO ORGANISMO TAMBIEN OBTIENE SU CARBONOY NITROGENO.
A ESTE GRUPO PERTENECEN TODOS LOS INTEGRANTES DEL REINO ANIMAL.
TIPO DE ALIMENTACION:
holozoica: PROVIENE DEL VOCABLO HOLO ENTERO Y ZOO ANIMALESTA NUTRICION TIENE LA PARTICULARIDADDE QUE LOS ORGANISMOS QUE LA REALIZAN INGIEREN
SAPROFITA:PODRIDO Y PLANTA LOS ORGANISMOS QUE LAS REALIZAN SE ALIMENTAN DE SUSTRATOS YA MUERTOS
PARÁSITA: ES QUEL ORGANISMO QUE VIVE A EXPENSAS DE OTRO
viernes, 30 de abril de 2010
tecnicas de observacion de las celulas de alliun cepa
OBSERVACION DE LA MITOSIS EN CÉLULAS MERISTEMÁTICAS
DE RAÍZ DE CEBOLLA (Allium cepa)http://www.amemi.org/Docs/simposia_biologia/carteles/36_OBSERVACION_DE_LA_MITOSIS_EN_C%C3%89LULAS_MERISTEM%C3%81TICAS.pdf
CON EL MICROSCOPIO DE FUERZA ATÓMICA
Cruz-Gómez, Sarai de Jesúsa,*; Segura-Valdez, María de Lourdesb,*;
Jiménez-García, Luis Felipec,*.
*Laboratorio de Nanobiología Celular, Departamento de Biología Celular, Facultad de Ciencias, UNAM. Circuito
Bibliografía
[1] Alberts, B. et al. Molecular Biology of The Cell, 4ª ed.Garland Sciences. Nueva York. (2002).
[2] López-Sáez, J.F., et al. Duration of the cell division cycle and its dependence on temperatura. Z. Zellforsh. 75
(1966) 591-600.
[3] Lamond, A.I. & Earnshaw, W.C. Structure and function in the nucleus. Science 280 (1998) 547-553.
[4] Jiménez-García, L.F., Segura-Valdez, M.L., Visualizing Nuclear Structure in situ by Atomic Force Microscopy.
En: Braga, P.C. y Ricci, D. Eds. Atomic Force Microscopy: Methods and Applications. Methods in Molecular
Biology 242 (2004)191-199. Humana Press. New Jersey, USA.
[5] Jímenez-García L.F., et al.1998, Biología celular de Lacandonia schismatica. Análisis por Microscopía
Electrónica y de Fuerza Atómica, Bol. Soc. Bot., México 62: 5-14.
[6] Binnig G., Quate C.F., Gerber C., Atomic Force Microscope, Physical Review Letters 56 (1986) 930-933
Exterior, Ciudad Universitaria, Coyoacán 04510, México D.F., México.
a Tesista, Licenciatura en Biología, b Doctora, Profesor de Asignatura Ordinario B, Profesor Ordinario de Carrera
Titular A T.C., c Doctor, Profesor de Asignatura Ordinario B, Profesor Ordinario de Carrera Titular C T.C.,
Teléfono: (55) 5622-5396 sarichuy@yahoo.com.mx
Introducción
Para la comprensión del sustrato celular de la herencia, es preciso analizar los mecanismos reguladores de eventos
bioquímicos secuenciales y continuos en la célula [1]. De igual forma para conocer lo que sucede en la célula durante
la mitosis es preciso delimitar la trayectoria de los eventos que se llevan a cabo dentro de ella.
Este trabajo comprende una visión diferente a las anteriores de un proceso fundamental sucedido en todos los
organismos eucariontes para generar nuevas células y nuevos organismos; el de la mitosis [2]. Aunque el proceso de
división celular ha sido caracterizado desde hace muchos años atrás en diversos tipos celulares, con diferentes
técnicas y con diferentes instrumentos; en los resultados de este trabajo se muestran imágenes obtenidas in situ [3-5]
con el Microscopio de Fuerza Atómica de células de raíz de cebolla en división celular.
En la elaboración de este trabajo principalmente se usó el Microscopio de Fuerza Atómica [6], un instrumento que en
las ciencias biológicas tiene tan sólo algunos años en haberse empezado a usar, su mecanismo permite obtener
imágenes reales y en tercera dimensión de la muestra en estudio además de ofrecer una resolución mayor al
Microscopio Electrónico de Transmisión [7]. En el AFM una aguja “barre” el relieve de la muestra y por medio de
un programa de cómputo lo transforma en una observación que puede ser interpretada como una imagen en tercera
dimensión. La muestra referida es un corte muy delgado (0.2 μm) de la punta de una raíz de cebolla que fue
procesada con la técnica convencional de microscopía electrónica [8].
Objetivo
Observar y reconocer estructuras celulares correspondientes a las etapas de la mitosis en células meristemáticas de la
raíz de cebolla (Allium cepa) con el microscopio de fuerza atómica.
Analizar si el microscopio de fuerza atómica permite resolver estructuras celulares involucradas en la expresión
fenotípica de la división celular.
Metodología
Se utilizaron meristemos de raíces de cebolla obtenidos a partir de crecimiento de cebollas en agua, durante 3 a 4
días, a temperatura ambiente [9]. Las muestras se procesaron de acuerdo con técnicas estándar para microscopía
electrónica, se tomaron los meristemos de la raíz de cebolla y se fijaron con glutaraldehído al 6% en amortiguador
PBS a pH 7.2 durante 16 horas. Las muestras después se lavaron con PBS y se postfijaron con tetraóxido de osmio al
1% durante varias horas. Posteriormente se enjuagaron y se deshidrataron en una serie de etanol a concentraciones
graduales, finalizando con óxido de propileno. La preinclusión se llevó a cabo con una mezcla de óxido de propileno
y resina epóxica, en proporción 1:1 durante 16 horas. Finalmente las muestras se incluyeron en resina epóxica
durante 16 horas a 60oC. Se obtuvieron cortes semifinos de unos 200 nm de espesor, con una cuchilla de vidrio y
utilizando un ultramicrotomo marca Leica, modelo Ultracut. Los cortes se montaron al calor sobre portaobjetos de
vidrio y se tiñeron con azul de toluidina. Otros cortes se montaron sobre portaobjetos y no fueron teñidos.
Los cortes semifinos teñidos o sin teñir se observaron con un microscopio de fuerza atómica modelo BioScope
(Digital Instruments, Santa Barbara CA, USA) operando en modo de contacto y zapping con un controlador
Nanoscope IIIa. El microscopio trabaja sobre un microscopio invertido Diaphot 200 (Nikon). Se utilizó un scanner
de 100 μm y puntas de nitruro de silicio de 20-50 nm de radio de curvatura (modelo NP). Se utilizaron velocidades
de barrido de entre 1.969 a 1.285 Hz, una fuerza de 10 nN y una ganancia de 0.5 unidades arbitrarias [10].
PBS a pH 7.2 durante 16 horas. Las muestras después se lavaron con PBS y se postfijaron con tetraóxido de osmio al
1% durante varias horas. Posteriormente se enjuagaron y se deshidrataron en una serie de etanol a concentraciones
graduales, finalizando con óxido de propileno. La preinclusión se llevó a cabo con una mezcla de óxido de propileno
y resina epóxica, en proporción 1:1 durante 16 horas. Finalmente las muestras se incluyeron en resina epóxica
durante 16 horas a 60oC. Se obtuvieron cortes semifinos de unos 200 nm de espesor, con una cuchilla de vidrio y
utilizando un ultramicrotomo marca Leica, modelo Ultracut. Los cortes se montaron al calor sobre portaobjetos de
vidrio y se tiñeron con azul de toluidina. Otros cortes se montaron sobre portaobjetos y no fueron teñidos.
Los cortes semifinos teñidos o sin teñir se observaron con un microscopio de fuerza atómica modelo BioScope
(Digital Instruments, Santa Barbara CA, USA) operando en modo de contacto y zapping con un controlador
Nanoscope IIIa. El microscopio trabaja sobre un microscopio invertido Diaphot 200 (Nikon). Se utilizó un scanner
de 100 μm y puntas de nitruro de silicio de 20-50 nm de radio de curvatura (modelo NP). Se utilizaron velocidades
de barrido de entre 1.969 a 1.285 Hz, una fuerza de 10 nN y una ganancia de 0.5 unidades arbitrarias [10].
PBS a pH 7.2 durante 16 horas. Las muestras después se lavaron con PBS y se postfijaron con tetraóxido de osmio al
1% durante varias horas. Posteriormente se enjuagaron y se deshidrataron en una serie de etanol a concentraciones
graduales, finalizando con óxido de propileno. La preinclusión se llevó a cabo con una mezcla de óxido de propileno
y resina epóxica, en proporción 1:1 durante 16 horas. Finalmente las muestras se incluyeron en resina epóxica
durante 16 horas a 60oC. Se obtuvieron cortes semifinos de unos 200 nm de espesor, con una cuchilla de vidrio y
utilizando un ultramicrotomo marca Leica, modelo Ultracut. Los cortes se montaron al calor sobre portaobjetos de
vidrio y se tiñeron con azul de toluidina. Otros cortes se montaron sobre portaobjetos y no fueron teñidos.
Los cortes semifinos teñidos o sin teñir se observaron con un microscopio de fuerza atómica modelo BioScope
(Digital Instruments, Santa Barbara CA, USA) operando en modo de contacto y zapping con un controlador
Nanoscope IIIa. El microscopio trabaja sobre un microscopio invertido Diaphot 200 (Nikon). Se utilizó un scanner
de 100 μm y puntas de nitruro de silicio de 20-50 nm de radio de curvatura (modelo NP). Se utilizaron velocidades
de barrido de entre 1.969 a 1.285 Hz, una fuerza de 10 nN y una ganancia de 0.5 unidades arbitrarias [10].
DE RAÍZ DE CEBOLLA (Allium cepa)http://www.amemi.org/Docs/simposia_biologia/carteles/36_OBSERVACION_DE_LA_MITOSIS_EN_C%C3%89LULAS_MERISTEM%C3%81TICAS.pdf
CON EL MICROSCOPIO DE FUERZA ATÓMICA
Cruz-Gómez, Sarai de Jesúsa,*; Segura-Valdez, María de Lourdesb,*;
Jiménez-García, Luis Felipec,*.
*Laboratorio de Nanobiología Celular, Departamento de Biología Celular, Facultad de Ciencias, UNAM. Circuito
Bibliografía
[1] Alberts, B. et al. Molecular Biology of The Cell, 4ª ed.Garland Sciences. Nueva York. (2002).
[2] López-Sáez, J.F., et al. Duration of the cell division cycle and its dependence on temperatura. Z. Zellforsh. 75
(1966) 591-600.
[3] Lamond, A.I. & Earnshaw, W.C. Structure and function in the nucleus. Science 280 (1998) 547-553.
[4] Jiménez-García, L.F., Segura-Valdez, M.L., Visualizing Nuclear Structure in situ by Atomic Force Microscopy.
En: Braga, P.C. y Ricci, D. Eds. Atomic Force Microscopy: Methods and Applications. Methods in Molecular
Biology 242 (2004)191-199. Humana Press. New Jersey, USA.
[5] Jímenez-García L.F., et al.1998, Biología celular de Lacandonia schismatica. Análisis por Microscopía
Electrónica y de Fuerza Atómica, Bol. Soc. Bot., México 62: 5-14.
[6] Binnig G., Quate C.F., Gerber C., Atomic Force Microscope, Physical Review Letters 56 (1986) 930-933
Exterior, Ciudad Universitaria, Coyoacán 04510, México D.F., México.
a Tesista, Licenciatura en Biología, b Doctora, Profesor de Asignatura Ordinario B, Profesor Ordinario de Carrera
Titular A T.C., c Doctor, Profesor de Asignatura Ordinario B, Profesor Ordinario de Carrera Titular C T.C.,
Teléfono: (55) 5622-5396 sarichuy@yahoo.com.mx
Introducción
Para la comprensión del sustrato celular de la herencia, es preciso analizar los mecanismos reguladores de eventos
bioquímicos secuenciales y continuos en la célula [1]. De igual forma para conocer lo que sucede en la célula durante
la mitosis es preciso delimitar la trayectoria de los eventos que se llevan a cabo dentro de ella.
Este trabajo comprende una visión diferente a las anteriores de un proceso fundamental sucedido en todos los
organismos eucariontes para generar nuevas células y nuevos organismos; el de la mitosis [2]. Aunque el proceso de
división celular ha sido caracterizado desde hace muchos años atrás en diversos tipos celulares, con diferentes
técnicas y con diferentes instrumentos; en los resultados de este trabajo se muestran imágenes obtenidas in situ [3-5]
con el Microscopio de Fuerza Atómica de células de raíz de cebolla en división celular.
En la elaboración de este trabajo principalmente se usó el Microscopio de Fuerza Atómica [6], un instrumento que en
las ciencias biológicas tiene tan sólo algunos años en haberse empezado a usar, su mecanismo permite obtener
imágenes reales y en tercera dimensión de la muestra en estudio además de ofrecer una resolución mayor al
Microscopio Electrónico de Transmisión [7]. En el AFM una aguja “barre” el relieve de la muestra y por medio de
un programa de cómputo lo transforma en una observación que puede ser interpretada como una imagen en tercera
dimensión. La muestra referida es un corte muy delgado (0.2 μm) de la punta de una raíz de cebolla que fue
procesada con la técnica convencional de microscopía electrónica [8].
Objetivo
Observar y reconocer estructuras celulares correspondientes a las etapas de la mitosis en células meristemáticas de la
raíz de cebolla (Allium cepa) con el microscopio de fuerza atómica.
Analizar si el microscopio de fuerza atómica permite resolver estructuras celulares involucradas en la expresión
fenotípica de la división celular.
Metodología
Se utilizaron meristemos de raíces de cebolla obtenidos a partir de crecimiento de cebollas en agua, durante 3 a 4
días, a temperatura ambiente [9]. Las muestras se procesaron de acuerdo con técnicas estándar para microscopía
electrónica, se tomaron los meristemos de la raíz de cebolla y se fijaron con glutaraldehído al 6% en amortiguador
PBS a pH 7.2 durante 16 horas. Las muestras después se lavaron con PBS y se postfijaron con tetraóxido de osmio al
1% durante varias horas. Posteriormente se enjuagaron y se deshidrataron en una serie de etanol a concentraciones
graduales, finalizando con óxido de propileno. La preinclusión se llevó a cabo con una mezcla de óxido de propileno
y resina epóxica, en proporción 1:1 durante 16 horas. Finalmente las muestras se incluyeron en resina epóxica
durante 16 horas a 60oC. Se obtuvieron cortes semifinos de unos 200 nm de espesor, con una cuchilla de vidrio y
utilizando un ultramicrotomo marca Leica, modelo Ultracut. Los cortes se montaron al calor sobre portaobjetos de
vidrio y se tiñeron con azul de toluidina. Otros cortes se montaron sobre portaobjetos y no fueron teñidos.
Los cortes semifinos teñidos o sin teñir se observaron con un microscopio de fuerza atómica modelo BioScope
(Digital Instruments, Santa Barbara CA, USA) operando en modo de contacto y zapping con un controlador
Nanoscope IIIa. El microscopio trabaja sobre un microscopio invertido Diaphot 200 (Nikon). Se utilizó un scanner
de 100 μm y puntas de nitruro de silicio de 20-50 nm de radio de curvatura (modelo NP). Se utilizaron velocidades
de barrido de entre 1.969 a 1.285 Hz, una fuerza de 10 nN y una ganancia de 0.5 unidades arbitrarias [10].
PBS a pH 7.2 durante 16 horas. Las muestras después se lavaron con PBS y se postfijaron con tetraóxido de osmio al
1% durante varias horas. Posteriormente se enjuagaron y se deshidrataron en una serie de etanol a concentraciones
graduales, finalizando con óxido de propileno. La preinclusión se llevó a cabo con una mezcla de óxido de propileno
y resina epóxica, en proporción 1:1 durante 16 horas. Finalmente las muestras se incluyeron en resina epóxica
durante 16 horas a 60oC. Se obtuvieron cortes semifinos de unos 200 nm de espesor, con una cuchilla de vidrio y
utilizando un ultramicrotomo marca Leica, modelo Ultracut. Los cortes se montaron al calor sobre portaobjetos de
vidrio y se tiñeron con azul de toluidina. Otros cortes se montaron sobre portaobjetos y no fueron teñidos.
Los cortes semifinos teñidos o sin teñir se observaron con un microscopio de fuerza atómica modelo BioScope
(Digital Instruments, Santa Barbara CA, USA) operando en modo de contacto y zapping con un controlador
Nanoscope IIIa. El microscopio trabaja sobre un microscopio invertido Diaphot 200 (Nikon). Se utilizó un scanner
de 100 μm y puntas de nitruro de silicio de 20-50 nm de radio de curvatura (modelo NP). Se utilizaron velocidades
de barrido de entre 1.969 a 1.285 Hz, una fuerza de 10 nN y una ganancia de 0.5 unidades arbitrarias [10].
PBS a pH 7.2 durante 16 horas. Las muestras después se lavaron con PBS y se postfijaron con tetraóxido de osmio al
1% durante varias horas. Posteriormente se enjuagaron y se deshidrataron en una serie de etanol a concentraciones
graduales, finalizando con óxido de propileno. La preinclusión se llevó a cabo con una mezcla de óxido de propileno
y resina epóxica, en proporción 1:1 durante 16 horas. Finalmente las muestras se incluyeron en resina epóxica
durante 16 horas a 60oC. Se obtuvieron cortes semifinos de unos 200 nm de espesor, con una cuchilla de vidrio y
utilizando un ultramicrotomo marca Leica, modelo Ultracut. Los cortes se montaron al calor sobre portaobjetos de
vidrio y se tiñeron con azul de toluidina. Otros cortes se montaron sobre portaobjetos y no fueron teñidos.
Los cortes semifinos teñidos o sin teñir se observaron con un microscopio de fuerza atómica modelo BioScope
(Digital Instruments, Santa Barbara CA, USA) operando en modo de contacto y zapping con un controlador
Nanoscope IIIa. El microscopio trabaja sobre un microscopio invertido Diaphot 200 (Nikon). Se utilizó un scanner
de 100 μm y puntas de nitruro de silicio de 20-50 nm de radio de curvatura (modelo NP). Se utilizaron velocidades
de barrido de entre 1.969 a 1.285 Hz, una fuerza de 10 nN y una ganancia de 0.5 unidades arbitrarias [10].
lunes, 19 de abril de 2010
partes de un microscopio
lunes 19/04/10 http://es.wikipedia.org/wiki/Microscopio_%C3%B3ptico
1 * Ocular: lente situada cerca del ojo del observador. Capta y amplia la imagen formada en los objetivos.
2 * Objetivo: lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta, lo que significa que es muy importante este elemento del microscopio, es un elemento vital que permite ver a través de los oculares
3 * Condensador: lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.
4 * Diafragma: regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
5 * Foco: dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
6 * Tubo: es una cámara oscura unida al brazo mediante una cremallera.
7 * Revólver: Es un sistema que coge los objetivos, y que rota para utilizar un objetivo u otro.
8 * Tornillos macro y micrométrico: Son tornillos de enfoque, mueven la platina hacia arriba y hacia abajo. El macrométrico lo hace de forma rápida y el micrométrico de forma lenta. Llevan incorporado un mando de bloqueo que fija la platina a una determinada altura.
9 * Platina: Es una plataforma horizontal con un orificio central, sobre el que se coloca la preparación, que permite el paso de los rayos procedentes de la fuente de iluminación situada por debajo. Dos pinzas sirven para retener el portaobjetos sobre la platina y un sistema de cremallera guiado por dos tornillos de desplazamiento permite mover la preparación de delante hacia atrás o de izquierda a derecha y viceversa.
10* Base:Es el que sostiene al microscopio
2 * Objetivo: lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta, lo que significa que es muy importante este elemento del microscopio, es un elemento vital que permite ver a través de los oculares
3 * Condensador: lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.
4 * Diafragma: regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
5 * Foco: dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
6 * Tubo: es una cámara oscura unida al brazo mediante una cremallera.
7 * Revólver: Es un sistema que coge los objetivos, y que rota para utilizar un objetivo u otro.
8 * Tornillos macro y micrométrico: Son tornillos de enfoque, mueven la platina hacia arriba y hacia abajo. El macrométrico lo hace de forma rápida y el micrométrico de forma lenta. Llevan incorporado un mando de bloqueo que fija la platina a una determinada altura.
9 * Platina: Es una plataforma horizontal con un orificio central, sobre el que se coloca la preparación, que permite el paso de los rayos procedentes de la fuente de iluminación situada por debajo. Dos pinzas sirven para retener el portaobjetos sobre la platina y un sistema de cremallera guiado por dos tornillos de desplazamiento permite mover la preparación de delante hacia atrás o de izquierda a derecha y viceversa.
10* Base:Es el que sostiene al microscopio
lunes, 12 de abril de 2010
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